Фон клеточка: D1 84 d0 be d0 bd d0 b2 d0 ba d0 bb d0 b5 d1 82 d0 be d1 87 d0 ba d1 83 картинки, стоковые фото D1 84 d0 be d0 bd d0 b2 d0 ba d0 bb d0 b5 d1 82 d0 be d1 87 d0 ba d1 83

Kutools for Excel Функция Super Find поддерживает множество условий для поиск значений, текстовых строк, дат, формул, форматированных ячеек и т. д.Найдя и выбрав совпадающие ячейки, вы можете изменить цвет фона или шрифта на желаемый.

После установки Kutools for Excel , сделайте следующее:

1 . Выберите диапазон данных, который вы хотите найти, а затем нажмите Kutools > Super Find , см. Снимок экрана:

2 . На панели Super Find выполните следующие операции:

• (1.) Сначала щелкните значок параметра Values ​​;
• (2.) Выберите область поиска из раскрывающегося списка В пределах , в этом случае я выберу Выбор ;
• (3.) В раскрывающемся списке Тип выберите критерии, которые вы хотите использовать;
• (4.) Затем нажмите кнопку Найти , чтобы вывести все соответствующие результаты в поле списка;
• (5.) Наконец, нажмите кнопку Выбрать , чтобы выбрать ячейки.

3 . И тогда все ячейки, соответствующие критериям, были выбраны сразу, см. Снимок экрана:

4 .И теперь вы можете изменить цвет фона или цвет шрифта для выбранных ячеек по своему усмотрению.

Пониженная фоновая автофлуоресценция для визуализации клеток с использованием наноалмазов и хелатов лантаноидов

Конъюгация хелатирующей метки европия со стрептавидином: SA-BHHTEGST

BHHTEGST был синтезирован и очищен, как описано ранее ¹³ . Для проверки синтетического продукта использовали масс-спектрометрию высокого разрешения и ЯМР-спектроскопию, как сообщалось ранее ¹³ .BHHTEGST содержит N -гидроксисукцинимидный эфир, который делает возможным его присоединение к стрептавидину через аминогруппу остатков лизина. Для увеличения люминесцентного выхода и, следовательно, чувствительности обнаружения люминесцентных зондов, распространенной стратегией является присоединение максимального количества хелатирующих меток к молекуле-носителю, такой как SA, таким образом, был использован 30-кратный молярный избыток BHHTEGST по отношению к SA. При молярном избытке более 30 раз мы наблюдали тенденцию к выпадению конъюгата в осадок. УФ-видимая абсорбционная спектроскопия была использована для определения того, что результирующее молярное отношение BHHTEGST к SA было 18: 1 (SA-BHHTEGST ₁₈ ) ^13,14 .

Получение покрытых стрептавидином флуоресцентных наноалмазов 30 и 100 нм: FND-PEG-SA

FND 30 и 100 нм функционализировали с помощью спейсерной ветви PEG ₂₂ и стрептавидина в двухступенчатой ​​реакции, как показано на Рис. 1ai. Распределение частиц по размерам и значения дзета-потенциала (заряда) FND во время процесса функционализации контролировали с помощью DLS (таблица 1 и дополнительный рисунок S1). Было обнаружено, что немодифицированные наноалмазы с карбоксилированными поверхностями (FND-COOH) имеют отрицательные значения дзета-потенциала менее -30 мВ.Эти значения указывают на общий отрицательный поверхностный заряд и указывают на хорошую коллоидную стабильность в растворе (Таблица 1). Обычно для того, чтобы коллоидная суспензия оставалась в подходящем диспергированном состоянии, значение дзета-потенциала превышает | 30 мВ | желательно ²⁴ .

После модификации ПЭГ дзета-потенциалы уменьшились как для 30 нм, так и для 100 нм FND (таблица 1).Эти наблюдения согласуются с изменением сольватации FND, которое, как ожидается, будет сопровождать успешное добавление спейсерного плеча PEG. После их окончательной модификации стрептавидином наблюдалось дальнейшее снижение дзета-потенциала (до более стабильного значения). Изменения в распределении частиц по размерам, наблюдаемые с помощью DLS, соответствовали успешному добавлению фрагментов PEG и SA к FND. Размер удлиненного спейсерного плеча PEG ₂₂ составляет 8–9 нм, таким образом, равномерное покрытие FND с PEG должно приводить к увеличению размера на 16–18 нм, если предположить, что после конъюгации возникает расширенная конформация.Это действительно наблюдалось для FND 30 нм, поскольку после ПЭГилирования наблюдалось увеличение размера на 16,1 нм (таблица 1). FND размером 100 нм, с другой стороны, увеличились в размере на 11,3 нм при ПЭГилировании, что указывает на слегка свернутую конформацию спейсерного плеча ПЭГ после конъюгации. SA составляет примерно 5 нм в своем наибольшем измерении (PDB 3WYP ²⁵ ), таким образом, после конъюгации можно ожидать увеличения размера на ~ 10 нм, если SA примет «открытую» конфигурацию, как показано на рис.1ai. Это наблюдалось для 100 нм FND-PEG, размер которого увеличился на 9,6 нм после добавления SA. Однако было обнаружено, что 30 нм FND-PEG увеличился в размере на 6,6 нм, что позволяет предположить, что SA частично «абсорбируется» внутри слоя PEG.

Для дальнейшего подтверждения успешной функционализации поверхностей FND с помощью PEG и SA и для оценки однородности покрытия был проведен эксперимент по совместной локализации, в котором FND-PEG-SA размером 100 нм инкубировали с биотинилированным FITC (дополнительный рисунок). S2).Кластеры FND наблюдались с помощью конфокальной микроскопии после двойного возбуждения при 538 нм (возбуждение FND, красный) и 488 нм (возбуждение FITC, зеленый). Полная совместная локализация красной флуоресценции FND-NV и зеленой флуоресценции FITC предполагала равномерное покрытие SA на частицах FND.

Конъюгация сиалила Льюиса X с флуоресцентными наноалмазами

Для нацеливания Е-селектина с помощью метки FND или европиевого лиганда использовали природный углеводный лиганд Е-селектина, сиалил Льюис X (SLe ^X ).Две альтернативные формы этой молекулы были биотинилированы (фиг. 1b) для последующего нековалентного присоединения к FND-PEG-SA и SA-BHHTEGST посредством высокоаффинного взаимодействия SA-биотин; одновалентные частицы (SLe ^X -биотин, фиг. 1bi) и поливалентный (полиакриламидный) полимер с присоединенным SLe ^X (SLe ^X -PAA-биотин, фиг. 1bii). Количество гликана SLe ^X , прикрепленного к поверхности 100 нм FND-PEG-SA, определяли количественно с использованием флуоресцентного лектина MAL 1-FITC, который связывается с мотивом SLe ^X (см. Таблицу S1 дополнительных данных).Было обнаружено, что оба представления лиганда SLe ^X (моновалентный и поливалентный) способны связывать сходные количества лектина (0,54 мкг лектина на мг FND-PEG-SA / SLe ^X -биотина и 0,50 мкг лектина на мг FND-PEG-SA / SLe ^X -PAA-биотин), что указывает на то, что количество доступных фрагментов SLe ^X на FND с обоими лигандами было по существу одинаковым.

Визуализация связывания SLeX с E-селектином с использованием 30 нм флуоресцентных наноалмазов

Эндотелиальные клетки головного мозга мыши (bEnd.3) индуцировали экспрессию E-селектина с использованием воспалительного цитокина TNFα в течение 4-часового инкубационного периода. Было обнаружено, что 30 нм FND, функционализированные как моно (SLe ^X -биотин), так и поливалентным (SLe ^X -PAA-биотин) лигандом SLe ^X , связываются внутри непермеаблизованных клеток, экспрессирующих Е-селектин ( левый столбец , рис. 2а, б - одновалентный и рис. 2в, г - многовалентный). Клетки с TNFα-индуцированной экспрессией E-селектина показаны на панелях 2A и 2 C. На фиг.2 канал FND-NV (555 нм, , розовый, ) накладывается на канал DAPI (358 нм, , синий, ) и изображение DIC (показано серым цветом , ). DAPI прочно связывается с ДНК, окрашивая ядра клеток.

Связывание SLe ^X -конъюгированных 30 нм и 100 нм образцов FND-PEG-SA с фиксированными эндотелиальными клетками мозга мыши. Слева: FND 30 нм, справа: FND 100 нм ( a ). FND-PEG-SA и моновалентный SLe ^X -биотин в клетках, экспрессирующих E-селектин ( b ) FND-PEG-SA и моновалентный SLe ^X -биотин в клетках, не экспрессирующих E-селектин.( c ) FND-PEG-SA и поливалентный SLe ^X -PAA-биотин в клетках, экспрессирующих E-селектин ( d ) FND-PEG-SA и поливалентный SLe ^X -PAA-биотин в клетках, не экспрессирующих E-селектин. ( e ) Эндотелиальные клетки без наноалмазов. Все изображения были получены с использованием одинакового времени экспозиции 14 с на канале FND. Показано наложение каналов DAPI (синий) и FND (розовый) на изображение в светлом поле. На каждом изображении часть каждого изображения, обозначенная белым прямоугольником, увеличивается на 2.5x.

Уровень фоновой автофлуоресценции незначителен на канале FND для клеток, не содержащих наноалмазов (или обработанных TNFα) (рис. 2e). То есть излучение, обнаруженное в канале FND на рис. 2a – d, связано с флуоресценцией FND и не содержит какого-либо обнаруживаемого фонового сигнала автофлуоресценции.

Клетки, экспрессирующие E-селектин (рис. 2a, c, слева, ), заметно ярче в канале FND при воздействии как SLe ^X -биотина, так и SLe ^X -PAA-биотина, чем в клетках, не стимулированных с помощью TNFα (рис.2б, д, слева ). Биотиновый лиганд SLe ^X (рис. 2a, l eft ) показывает более яркое окрашивание, чем другие образцы, что позволяет предположить, что моновалентный лиганд, присоединенный к FND 30 нм, более доступен для индуцированных молекул E-селектина по сравнению с поливалентный лиганд. Когда исследуют неиндуцированные (без TNFα) контрольные клетки (фиг. 2b, d), все еще существует значительный уровень связывания FND, хотя и на пониженном уровне, особенно для моновалентного лиганда (фиг. 2b). Это связывание с неиндуцированными «контрольными» клетками предполагает наличие базальных уровней экспрессированного E-селектина.Этот базальный уровень экспрессии E-селектина также наблюдался другими в пролиферирующих клетках ²⁶ . Мечение неиндуцированных клеток также может быть связано со связыванием биотинового лиганда SLe ^X с другими конкурирующими молекулами САМ семейства селектинов, такими как P-селектин, который хранится в гранулах внутри эндотелиальных клеток головного мозга ²⁷ .

Для сравнения эффективности связывания моно- и мультивалентных лигандов интенсивность испускаемого сигнала на канале FND (555 нм) была определена количественно для 10 отдельных клеток в каждом образце.Средняя клеточная интенсивность связывания 30 нм FND-PEG-SA с SLe ^X -биотин и SLe ^X -PAA-биотин комплексами внутри клеток в присутствии и в отсутствие TNFα суммирована в таблице 2, а также показано на рис. 5а. Рисунок 5a показывает, что яркость помеченных ячеек сильно варьируется, на что указывают большие полосы ошибок на данных. Это предполагает вариабельный уровень экспрессии E-селектина, но, тем не менее, ясно, что стимуляция TNFα приводила к значительному увеличению связывания как моновалентного, так и поливалентного лиганда селектина.Очевидно, что при использовании в качестве зонда любого из лигандов SLe ^X клетки, индуцированные для экспрессии E-селектина, были значительно ярче, чем контрольные неиндуцированные клетки (SLe ^X - t-критерий биотина: t (11) = 4,251, p-значение = 0,00113, SLe ^X -PAA-биотин t-тест: t (15) = 3,291, p-значение = 0,00496). Наиболее яркие клетки, которые представляют наивысший уровень связывания FND, наблюдались в 30 нм FND-PEG-SA / SLe ^X -биотине в образце, индуцированном TNFα. Хотя эти клетки были примерно в 2 раза ярче, чем эквивалентные клетки, меченные SLe ^X -PAA-биотином, соотношение яркости клеток в клетках TNFα / без TNFα по существу такое же.Это говорит о том, что хотя при использовании биотинового лиганда SLe ^X было повышенное связывание, это могло быть связано с увеличением неспецифического связывания зонда с другой мишенью, такой как САМ.

В качестве контроля для тестирования аффинности связывания FND, функционализированных SLe ^X -биотином, мы также тестировали эффективность связывания предшественника FND. То есть немодифицированные карбоксилированные (FND-COOH) FND. Наблюдалось, что нефункционализированные карбоксилированные FND 30 нм прочно связываются с эндотелиальными клетками (дополнительная фигура S5A). Средняя яркость клеток, содержащих немодифицированные FND 30 нм, составила 32,7 ± 11,2 AU, что сравнимо с уровнем связывания, наблюдаемым в образце 30 нм FND-PEG-SA / SLe ^X -биотина (27.6 ± 11,5 а.е.). О неспецифическом связывании карбоксилированных FND с белками и пептидами сообщили авторы ²⁸ . Вероятно, это происходит из-за электростатических взаимодействий между карбоксильными группами поверхности FND и аминогруппами на белках. Наблюдаемое связывание, хотя и сильное, не дает информации о расположении E-селектина в клетке. Информацию о пространственном распределении E-селектина можно получить, исследуя связывание FND-мишеней, то есть FND, функционализированных моно- и поливалентными лигандами E-селектина.Таким образом, E-селектин, по-видимому, располагается по всей цитоплазме клетки с повышенной концентрацией вблизи ядер клеток.

Визуализация связывания SLeX с E-селектином с использованием 100 нм флуоресцентных наноалмазов

Влияние размера FND на эффективность связывания исследовали путем сравнения связывания функционализированных FND 30 нм с зондами FND-PEG-SA 100 нм покрытые либо моновалентным лигандом SLe ^X -биотин, либо поливалентным лигандом SLe ^X -PAA-биотин (рис.2, правые панели ). Было обнаружено, что FND, функционализированные моновалентным лигандом, связываются как с внешней клеточной мембраной, так и внутри клеток, экспрессирующих целевой белок E-селектин (рис. 2a, справа ). Сходный уровень связывания наблюдали в клетках TNFα с использованием 100 нм FND с мультивалентным лигандом SLe ^X -PAA-биотин (фиг. 2c, справа ). Небольшое количество неспецифического связывания 100 нм конъюгированных FND можно увидеть в контрольных клетках, не индуцированных для экспрессии E-селектина (рис.2b и d, справа ). Важно отметить, что мечение клеток 30 нм FND наблюдалось преимущественно внутри клетки. Напротив, клетки, меченные 100 нм FND, связаны с внутренней частью клетки и ее поверхностью.

Для количественной оценки связывания 100 нм зондов FND с клетками подсчитывали среднюю яркость клеток на отдельных клетках, как описано ранее для экспериментов по мечению 30 нм (рис. 5b и таблица 2). Стандартное отклонение яркости клеток снова было большим для тестируемых образцов, и снова наблюдается увеличение связывания обоих лигандов биотина SLe ^X с E-селектином при их стимуляции TNFα.Было обнаружено, что для обоих лигандов клетки, индуцированные экспрессией E-селектина, были значительно ярче, чем неиндуцированные клетки (SLe ^X -биотиновый t-тест: t (14) = 3,315, значение p = 0,00511, SLe ^X -PAA-биотин t-тест: t (17) = 4,249, значение p = 0,000541). Для мультивалентного образца FND-PEG-SA / SLe ^X -PAA-биотин 100 нм яркость клеток, индуцированных для экспрессии E-селектина, была аналогична поливалентному 30 нм FND-PEG-SA / SLe ^X -PAA. проба биотина со средними значениями 15.3 ± 7,6 а.е. и 13,7 ± 4,0 а.е. соответственно. Для моновалентного SLe ^X -биотинового лиганда FND 30 нм были в 2,5 раза ярче, чем FND 100 нм в клетках, экспрессирующих E-селектин (27,6 ± 11,5 AU и 11,0 ± 7,0 AU, соответственно). Уровень связывания 30 нм FND-PEG-SA / SLe ^X -биотина был существенно выше, чем у 100 нм FND-PEG-SA / SLe ^X -биотин-лиганда (t-тест: t (14) = 3,899, значение p = 0,00113). Это примечательно, учитывая, что 30 нм FND содержат примерно 3 NV центра на частицу, тогда как 100 нм FND содержат примерно 500 NV центров на частицу.То есть 100 нм FND примерно в 170 раз ярче, чем 30 нм FND.

Подобно 30 нм FND, было обнаружено, что 100 нм немодифицированные карбоксилированные FND (FND-COOH) неспецифично связываются с эндотелиальными клетками (дополнительный рисунок S5B), где средняя яркость клеток, содержащих немодифицированные FND 100 нм, составляла 17,9 ± 7,5 AU. Удивительно, но это было ярче, чем у SLe ^X -биотинового лиганда, функционализированного 100 нм FND, где максимальная яркость клеток 13,7 ± 4,0 AU наблюдалась для связывания FND-PEG-SA / SLe ^X -PAA-биотина. к TNFα-индуцированным клеткам.Связывание 100 нм FND-COOH снова не указывает на расположение E-селектина, поскольку немодифицированные FND не предназначены для нацеливания на молекулу CAM. Поскольку уровень неспецифического связывания является самым высоким в немодифицированных FND, функционализация FND гликановыми лигандами E-селектина эффективно снижает неспецифическое связывание 100 нм FND.

Визуализация связывания SLe

A SA-BHHTEGST-Eu (рис.1aii) также исследовали на предмет визуализации E-селектина с лигандом SLe ^X . Люминесцентная микроскопия с временной синхронизацией (TGL) - это альтернативный подход к минимизации фоновой автофлуоресценции. SA-BHHTEGST-Eu, связанный с моновалентным (SLe ^X -биотин) и мультивалентным SLe ^X (SLe ^X -PAA-биотин) лигандами селектина, использовали для получения зависящих от времени люминесцентных изображений связывания SLe ^X в клетки, индуцированные TNFα (фиг. 3).

Связывание образцов SA-BHHTEGST-Eu, конъюгированных с SLe ^X , с фиксированными эндотелиальными клетками мозга мыши.Слева: DAPI, в центре: изображение TGL с красной люминесценцией Eu, справа: оверлей ( a ) SA-BHHTEGST и моновалентный SLe ^X -биотин в клетках, экспрессирующих E-селектин ( b ), SA-BHHTEGST и моновалентный SLe. ^X -биотин в клетках, не экспрессирующих Е-селектин. ( c ) SA-BHHTEGST и поливалентный SLe ^X -PAA-биотин в клетках, экспрессирующих E-селектин ( d ) SA-BHHTEGST и поливалентный SLe ^X -PAA-биотин в клетках, не экспрессирующих E- селектин.Изображения TGL были получены с использованием идентичного времени экспозиции (5,0 с).

Подобно зондам FND 30 нм, небольшой зонд SA-BHHTEGST-Eu мог легко проникать внутрь фиксированной клетки, показывая, таким образом, цитоплазматическое расположение эндоцитированного E-селектина. Не было значительной разницы в яркости индуцированных (рис. 3a и таблица 2) и неиндуцированных клеток (рис. 3b и таблица 2), нацеленных на моновалентный лиганд SLe ^X (t-критерий: t (16) = 1,921, p-значение = 0,0716). Однако индуцированные клетки нацелены на поливалентный лиганд (рис.5c) были значительно ярче, чем неиндуцированные клетки (рис. 3d), (t-критерий: t (9) = 5,489, значение p = 0,000386). Сравнение одновалентного лиганда (рис. 3a, b) с поливалентным лигандом (рис. 3c, d) показывает, что, в отличие от конъюгированных 30 нм FND, и аналогично 100 нм FND, поливалентный лиганд (рис. 3c) , d) был способен детектировать E-селектин с существенно более высокой чувствительностью, чем моновалентный лиганд (рис. 3a, b) после стимуляции TNFα.

Сравнение клеток, в которые был добавлен SA-BHHTEGST-Eu / SLe ^X -PAA-биотин, показывает четкое различие между TNFα-индуцированными и неиндуцированными клетками (рис.5в, г), где индуцированные клетки были в среднем в 5,4 раза ярче, чем неиндуцированные (таблица 2). Мечение хелатом Eu с использованием лигандов SLe ^X показало наибольшую разницу в сигнале между индуцированными и неиндуцированными клетками. Многовалентная презентация биотинилированного лиганда SLe ^X на основной цепи PAA потенциально усиливает мечение одного E-селектина путем связывания более чем с одной молекулой SA-BHHTEGST-Eu (рис. 1b). Как наблюдалось при тестировании целевых 30 нм FND (рис.2), по-видимому, существует концентрация молекул Е-селектина вблизи ядра в цитоплазме клеток. Это наиболее очевидно в индуцированных клетках, к которым был добавлен SLe ^X -биотин-SA-BHHTEGST-Eu (фиг. 3c).

Стандартное отклонение интенсивности клеток для этих экспериментов снова было большим. Эта вариабельность наблюдалась для всех протестированных меток (30 нм FND, 100 нм и SA-BHHTEGST-Eu) и, вероятно, является результатом переменной экспрессии E-селектина (или, возможно, вариации уровней экспрессии других распознаваемых мишеней. SLe ^X , например CAM, P-selectin ²⁷ ).

FND, покрытые антителом, нацеленные на E-селектин

Для подтверждения связывания лигандов SLe ^X как индикаторов индукции E-селектина TNFα, FND 30 и 100 нм конъюгировали с антителом, специфичным для E-селектина. Реагенты EDC и NHS использовали для присоединения антитела к ПЭГилированным FND размером 30 и 100 нм, как указано в экспериментальном разделе (FND-PEG-Ab). В отличие от лиганда SLe ^X , который способен связываться как с E-, так и с P-селектином, антитело, используемое в этих экспериментах, связывается только с E-селектином.Эту конструкцию антитела FND применяли к клеткам с индукцией Е-селектина TNFα и без нее, так что условия экспериментов, проведенных для FND, конъюгированных с лигандом SLe ^X , были воспроизведены.

Клетки индуцировали экспрессировать E-селектин с использованием TNFα в течение 4 часов, периода времени, который, как было установлено, максимизирует экспрессию E-селектина ²⁷ . Базальные уровни экспрессии E-селектина также определяли путем тестирования конъюгированных Ab без стимуляции цитокинами. FND-PEG-Ab с длиной волны 30 нм не связывается заметно с неиндуцированными клетками, тогда как высокие уровни связывания Ab-зонда наблюдаются в клетках, индуцированных TNFα (рис.4а). Расположение 30 нм FND-PEG-Ab было преимущественно внутри клетки, аналогично тому, что наблюдается для FND, конъюгированных с 30 нм гликозилированным лигандом.

Связывание FND 30 нм и 100 нм, покрытых PEG и антителом E-селектина (FND-PEG-Ab), с фиксированными эндотелиальными клетками мозга мыши. ( a ) 30 нм FND-PEG-Ab в клетках, индуцированных для экспрессии E-селектина (слева), и в неиндуцированных клетках (справа). ( b ) 100 нм FND-PEG-Ab в клетках, экспрессирующих Е-селектин (слева), и в неиндуцированных клетках (справа).Показано наложение DAPI (синий) и канала FND (розовый). Все изображения были получены с использованием одинакового времени экспозиции 14 с на канале FND. На каждом изображении часть каждого изображения, обозначенная белым прямоугольником, увеличивается в 2,5 раза.

Также количественно оценивали яркость клеток, содержащих покрытый антителами зонд FND (таблица 2, фиг. 5). Для клеток, индуцированных TNFα, средняя яркость, наблюдаемая для 30 нм FND-PEG-Ab (16,0 ± 8,8 AU), была аналогична таковой для 100 нм FND-PEG-Ab (15.9 ± 8,1 а.е.). Образцы как 30 нм, так и 100 нм FND-PEG-Ab были значительно ярче в индуцированных клетках по сравнению с неиндуцированными клетками (t-тест 30 нм: t (9) = 5,597, значение p = 0,000336, 100 нм t- тест: t (10) = 2,929, значение p = 0,0151).

Показана интенсивность сигнала ячеек на обнаруженном канале. Представлена ​​средняя интенсивность 10 ячеек на каждом слайде, где полосы ошибок указывают стандартное отклонение 10 измеренных ячеек. Средняя яркость клеток, в которых экспрессия E-селектина была индуцирована с помощью TNFα, окрашена в синий цвет, а те, которые не были индуцированы для экспрессии E-селектина, окрашены в красный цвет.( a ) 30 нм FND-PEG-SA, используемый с моновалентным SLe ^X -биотином и поливалентным SLe ^X -PAA-биотином, по сравнению с функционализированными антителами FND того же размера. (b ) 100 нм FND-PEG-SA, используемый с моновалентным SLe ^X -биотином и поливалентным SLe ^X -PAA-биотином, по сравнению с функционализированными антителами наноалмазами. ( c ) SA-BHHTEGST-Eu использовали с одновалентным SLe ^X -биотином и мультивалентным SLe ^X -PAA-биотином.

В отличие от 30 нм FND-PEG-Ab и, как и 100 нм гликозилированных FND SLe ^X , было обнаружено, что 100 нм зонды FND-PEG-Ab связываются как внутри, так и на поверхности клеток, экспрессирующих E -селектин (рис. 4б). Также наблюдалось заметное скопление 100 нм FND на клеточной мембране. В то время как скопление FNDs на клеточной мембране не наблюдалось в неиндуцированных клетках (Fig. 4b, right), очевидно, что существует значительное количество FNDs внутри клеток до индукции TNFα со средней яркостью клеток 8.1 ± 2,3 а.е. Обнаружение E-селектина в неиндуцированных клетках с использованием более крупного 100 нм FND-PEG-Ab, но не 30 нм FND-PEG-Ab, представляет собой любопытный результат, который может быть связан с существенно увеличенной собственной яркостью NV яркости 100 нм. FND по сравнению с 30 нм FND. Поскольку 100-нм FND примерно в 170 раз ярче, чем 30-нм FND, можно обнаружить меньшее количество этих больших FND.

Пользовательский цвет фона ячейки таблицы

Для тех, кто использует Confluence Server, я нашел способ изменить цвета, которые они дают вам.Мне не понравились пастели, выбранные Atlassian, поэтому я скорректировал их с помощью специальной таблицы стилей. Для этого я перешел в «Инструменты пространства»> «Внешний вид»> «Таблица стилей» и добавил следующее: